中华医学会围产医学分会

引用本文：李粤,李冬,赵光锋,等. 胎盘组织驻留巨噬细胞霍夫包尔细胞的研究进展[J]. 中华妇产科杂志,2024,59(02)：168-172.

【摘要】 胎盘是维持胎儿生长发育的重要器官。霍夫包尔细胞（HBC）为驻留在胎盘组织内的巨噬细胞，是胎盘绒毛间质中唯一的胎儿源性免疫细胞群。HBC于妊娠18 d左右出现于胎盘中并持续存在整个妊娠期，越来越多的研究关注到HBC在调节胎盘发育、维持免疫耐受微环境和防御感染等中的关键作用，但目前HBC在妊娠相关疾病中的功能和表型变化尚未明确。本文从HBC的定义、来源、形态和表型、功能以及在妊娠相关疾病中的作用等方面进行综述，以期为HBC的相关研究提供理论参考。食品安全关乎着我们每个人的健康，不安全的食品可能会引发食物中毒、过敏反应等问题，严重的甚至会危及生命。

霍夫包尔细胞（Hofbauer cells，HBC）为驻留在胎盘绒毛间质内的胎盘巨噬细胞，位置靠近胎儿血管内皮和细胞滋养层，是健康胎盘间质中唯一的胎儿源性免疫细胞群 ^［ 1 ］。人类HBC的起源仍存在争议，其可能来源于卵黄囊、胎盘间质细胞或胎儿血液造血干细胞，最近的研究表明，HBC可能来源于胎盘CD ₃₄ ⁺CD₄₃ ⁺祖细胞 ^{［ 2-4 ］} 。HBC的表型、功能等生理学特点具有较高的可塑性和适应性，最初，HBC具有与原始巨噬细胞一致的保守特征，即完全缺乏人类白细胞抗原（HLA）Ⅱ类分子的表达；随着妊娠的进展，HBC中HLAⅡ类分子表达水平逐渐上调 ^［ 2 ］。HBC传统上常被归类为M2型巨噬细胞，正常足月妊娠时80%~90%的HBC以CD ₁₆₃ ⁺和CD ₂₀₆⁺的M2c或M2a型存在 ^［ 5 ］，但目前对各种因素如何影响HBC表型的研究仍有限。HBC被认为在调节胎盘血管生成 ^［ 6 ］、促进胎盘形态发育^［ 7 ］和维持妊娠免疫耐受微环境 ^［ 8 ］等过程中起着关键的作用。当前，关于HBC在子痫前期（PE）、绒毛膜羊膜炎（CA）和妊娠期糖尿病（GDM）等常见妊娠并发症和合并症中的功能和表型变化尚不明确。全面深入了解HBC的功能，并对其进行合理调节，有助于对这些疾病的诊断和治疗，从而改善母亲和新生儿健康。本文将从HBC的定义、来源、形态和表型、功能以及在妊娠相关疾病中的作用等方面进行综述，以期为HBC的相关研究提供理论参考。

一、HBC的定义和来源

HBC最早在受精后18 d左右出现于胎盘，在妊娠早、中期的胎盘中数量丰富，至足月数量逐渐减少 ^［ 1 ］。

对于HBC来源的探索可追溯至19世纪，随着实验技术的发展，21世纪初逐渐明确HBC来源于胎儿。2008年，Kim等 ^［ 3 ］在对原因不明的绒毛膜炎的研究中，通过使用Y染色体特异性探针（DYZ1）的原位杂交技术首次确定HBC是胎儿来源，而非母体来源。2010年，Van Handel等^［ 9 ］发现，胎盘巨噬细胞祖细胞在胎盘循环开始之前就存在，X、Y染色体和微卫星PCR证实这些祖细胞来源于胎儿。2021年，Thomas等 ^［ 1 ］研究发现，男性胎儿供体胎盘HBC表达男性特定基因RPS4Y1，也说明HBC源于胎儿。

既往研究认为，HBC在妊娠期不同阶段的起源具有异质性 ^{［ 10 , 11 ］} ，即妊娠早期HBC源自卵黄囊原始造血过程中产生的巨噬细胞或胎盘间质中的祖细胞，当定向造血开始、胎儿血液通过脐带与胎盘连通后（约妊娠10周左右），HBC来源于胎儿血液中造血干细胞衍生的单核细胞，并开始部分取代最初来自原始造血的HBC群体^{［ 12 , 13 ］} 。2021年，Thomas等 ^［ 1 ］观察到妊娠早期HBC的转录组与卵黄囊原始巨噬细胞非常相似，卵黄囊是小鼠原始造血发生的唯一位点，且已经被证实是小鼠首个胚胎巨噬细胞产生的部位，故曾有人类妊娠早期HBC产生于卵黄囊的猜测。但是，在妊娠18 d左右，卵黄囊中的原始巨噬细胞和胎盘中的HBC几乎同时出现，此时胚胎血液循环和胎盘间充质血管化尚未开始，且卵黄囊血管不直接与胎盘连接，因此，HBC可能并不是卵黄囊来源，而更可能是在胎盘原位产生的。2023年，Thomas等 ^［ 2 ］最近的研究证明，除卵黄囊外，人类原始造血还在胎盘中进行，妊娠早期HBC起源于一群具有原始卵黄囊祖细胞保守特征的胎盘红髓祖细胞即CD₃₄⁺CD₄₃ ⁺祖细胞，该细胞可在体外分化为原始人类白细胞DR抗原阴性（HLA-DR neg）的HBC样巨噬细胞，且足月胎盘HBC的3个亚群，即HLA-DR^neg、HLA-DR^int（HLA-DR中等表达）和HLA-DR^hi（HLA-DR高表达）HBC与妊娠早期的HLA-DR^neg HBC表现出高度相似的DNA甲基化模式，而不同于胎儿血液单核细胞，说明胎儿血液中的单核细胞不太可能为HBC的前体细胞。因此，HBC在整个孕期可能均起源于胎盘原始造血过程。此外，该研究还表明，随着妊娠周数的增加，HBC中HLA-DR表达上调可能是由于Ⅱ型反式激活蛋白（CⅡTA）启动子表观遗传沉默的减低，提示表观遗传及差异甲基化在未来HBC来源的探索中可能具有较大的研究价值。

二、HBC细胞的形态和表型

HBC大小为10~30 μm，具有小的细胞核、颗粒状物质丰富的细胞质和多形性，根据细胞表面帆状板足、水泡和微皱褶等细胞表面形态学特征的组合可分为4种类型，HBC的形态随着妊娠的进展和所处微环境的改变而发生变化，不同的形态可能代表了不同的功能 ^{［ 10 ， 13 ］} 。

传统上巨噬细胞在体外条件下受不同因素刺激，可以极化为促炎M1型和抗炎M2型两种表型。HBC常被归类为抗炎M2型巨噬细胞，表达清道夫受体CD ₁₆₃、甘露糖受体CD ₂₀₆、CD ₂₀₉和分泌白细胞介素（IL）10、转化生长因子β（TGF-β）等 ^［ 13 ］。正常足月妊娠时80%~90%的HBC以CD ₁₆₃ ⁺和CD ₂₀₆ ⁺的M2c或M2a表型存在 ^［ 14 ］。但由于巨噬细胞的激活分类方式缺乏对其在不同组织微环境等因素的考虑，过于简单化，用于具有较强可塑性和适应性的HBC不甚准确。事实上，HBC的表型随妊娠进展和微环境的变化而改变。最初在胚胎植入过程中，HBC为促炎M1型，高表达主要组织相容性复合物Ⅱ分子（MHC-Ⅱ）、CD₈₀并分泌高水平的促炎因子（如IL-12），既能促进细胞介导的辅助性T淋巴细胞（Th）1细胞因子反应，又具有杀伤微生物的活性；之后，在滋养细胞侵蜕入膜重塑子宫螺旋动脉后，逐渐转变为M1和M2的混合表型 ^［ 15 ］。随着妊娠的进展，M1/M2比例下降，足月胎盘中分离出的HBC主要为M2型 ^［ 16 ］。

除传统巨噬细胞分型外，还有很多特定表型的研究支持微环境影响HBC的表型，Thomas等 ^［ 1 ］通过一种新的流式细胞仪门控策略，从妊娠早期人类胎盘中分离的HBC具有胎盘生态位特有的表型，即不表达HLA-DR，但高表达叶酸受体2（FOLR2）。正常妊娠的早期胎盘组织中HBC高表达CD₇₄，子痫前期孕妇胎盘组织中HBC表面CD₇₄的表达显著低于健康对照并向促炎M1型巨噬细胞表型转变 ^［ 17 ］。人巨细胞病毒（hCMV）体外感染导致HBC表面C-C趋化因子受体（CCR）5和CD₈₀的表达上调 ^［ 18 ］。CA和致敏患者胎盘组织HBC中无法检测到CX3C趋化因子受体1（CX3CR1）、IL-7R和CCR7等M1型巨噬细胞标志物 ^［ 19 ］。各种因素如何影响HBC表型仍需进一步研究，但其群体的M1和M2型乃至不同M2型亚群比率的平衡很可能与其在正常妊娠胎盘中的功能平衡有关。相反，失衡的HBC亚群可能与病理妊娠结局有关 ^［ 5 ］。

三、HBC细胞的功能

HBC具有广泛的生物学功能，包括与其他组织驻留巨噬细胞共有的抗原呈递、吞噬功能以及协调先天性和适应性免疫反应等。此外，HBC还具有调节胎盘血管生成、促进胎盘形态发育、维持妊娠免疫耐受微环境等较独特的功能。

1. HBC调节胎盘血管发育：胎盘是一个高度血管化和快速生长的器官，人胎盘绒毛血管是胚外中胚层的成血管祖细胞在孕18~20 d的次级绒毛中通过血管发生形成原始管状空腔，随后通过血管生成和血管重塑形成绒毛血管树。Seval等 ^［ 20 ］的研究表明，妊娠早期大多数HBC与血管生成细胞索和原始血管管腔紧密接触或位于两者之间，HBC与血管生成结构的数量有明显的正相关性。妊娠晚期的HBC也常在靠近胎盘血管内皮细胞处出现^［ 21 ］。2021年，单细胞测序及配受体分析发现，在妊娠早期绒毛组织中丰富且活跃的HBC通过分泌多种促血管生长因子与胎儿内皮细胞相互作用。HBC可产生促血管形成的血管内皮生长因子（VEGF） ^［ 21 ］、血管生成素2（Ang-2） ^［ 22 ］、IL-17 ^［ 23 ］、成纤维细胞生长因子（FGF2）、骨桥蛋白（OPN）等因子和调控血管基底膜厚度的金属蛋白酶组织抑制因子1（TIMP-1）、基质金属蛋白酶（MMP）9等，从而介导细胞间交流来调节胎盘血管发育^［ 1 ］。其中，VEGF与胎盘血管发生和血管生成前体细胞上的VEGF受体结合诱导内皮细胞的增殖和迁移，促进胎盘早期微血管连接 ^［ 24 ］。体外实验表明，正常妊娠的早期胎盘组织中HBC比母体来源的单核巨噬细胞或腹腔巨噬细胞表达更高水平的VEGF-A、FGF2和MMP-9等 ^［ 1 ］。正常孕妇胎盘组织中分离的HBC培养上清液能够促进人脐静脉内皮细胞的成环 ^［ 21 ］。Freyer等 ^［ 6 ］进一步研究发现，Pu.1转录因子突变小鼠的胎盘不能发育出巨噬细胞，且胎盘的血管化程度很低，提示，HBC对调节胎盘血管发育可起到关键作用。

2. HBC调节胎盘组织重塑和绒毛树分支形成：胎盘由分支状的绒毛树网络组成，为胎儿的正常发育提供充足的营养。妊娠早、中期是绒毛生长和细胞外基质（ECM）重塑特别活跃的时期，在此时HBC已经出现在了绒毛间质通道内，HBC根据形成通道的间充质细胞突起的排列和通道大小调整形状并在通道间迁移，从而完成HBC细胞群内及与绒毛中其他细胞间的通信^［ 25 ］。在体外，HBC可通过产生VEGF、IL-11等因子调节滋养细胞增殖、分化、迁移、侵袭和黏附^［ 26 ］。在整个妊娠期间，HBC是绒毛内分泌Spry-1、2和3蛋白的主要细胞，这些蛋白能够促进合体滋养细胞的生长和绒毛分支。同时，Spry蛋白在与滋养细胞位置接近的HBC中表达更显著，绒毛内皮细胞表达的FGF-4及绒毛外滋养细胞表达的FGF-10刺激HBC中Spry-2的表达，表明HBC通过细胞间相互作用促进绒毛形成 ^［ 7 ］。HBC还能够摄取胶原或通过表达MMP分解胶原从而参与ECM重塑 ^［ 25 ］。此外，HBC高表达CD ₁₆₃、CD₆₈、AXL受体酪氨酸激酶和T淋巴细胞免疫球蛋白和黏蛋白结构域分子1（Tim-1）等一系列清道夫受体并识别凋亡细胞，可通过胞葬作用（efferocytosis）有效清除细胞碎片来帮助胎盘发育^［ 11 ］。TGF-β在妊娠早期胎盘组织损伤部位高表达并趋化HBC使其聚集在纤维蛋白坏死处参与组织修复 ^［ 11 ］。这些证据表明，HBC在胎盘形成过程中参与调节组织重塑和绒毛树分支形成。

3. HBC参与调节及维持妊娠免疫耐受微环境：正常妊娠过程中，母体在对胎儿产生免疫耐受的同时需对病原体保持先天性和适应性免疫反应。妊娠期多种免疫细胞和细胞因子的共同作用使母体总体上对胎儿呈现免疫耐受状态 ^{［ 27 , 28 ］} 。自妊娠早期至足月，HBC的表型从胎盘植入时的促炎M1型逐渐向有利于免疫耐受的抗炎M2型转变 ^［ 29 ］。HBC还表达非经典的HLA-Ⅰ类分子如HLA-E，这类分子可抑制子宫自然杀伤（NK）细胞的细胞毒性 ^［ 30 ］。HBC表达的CD ₉₅-L参与诱导抗胎儿抗原的CD₉₅⁺ T淋巴细胞凋亡 ^［ 8 ］。在细菌感染诱导HBC向促炎M1型转化的情况下，HBC仍高表达免疫抑制因子 ^［ 31 ］。以上研究提示了HBC在调节及维持妊娠免疫耐受微环境中的重要作用。

4. HBC在母胎界面抗感染免疫反应中的作用：作为胎盘中唯一的胎儿来源免疫细胞群，HBC可在母胎界面抗感染反应中起到一定的防御作用。然而，HBC的抗炎M2表型使得其在母胎界面抗感染免疫中主要表现为类似Th2的反应特征，即具有多种免疫抑制活性，不能高效地控制病原体的感染 ^［ 5 ］。体外条件下，HBC表达的Toll样受体（TLR）2、TLR3和TLR4可以分别识别革兰阳性菌、病毒双链RNA和革兰阴性菌并作出反应，吞噬病原体 ^［ 32 ］，利用酸化的溶酶体、活性氧和组织蛋白酶B等机制杀死细菌，但目前尚无实验证据表明HBC在体内能够杀死微生物^［ 33 ］。

HBC对不同病毒的作用具有差异性。HBC可将人类免疫缺陷病毒1型（HIV-1）聚集并隔离于四跨膜蛋白CD ₈₁和CD ₉标记的酸性区室中以及诱导IL-10等免疫调节因子，从而限制细胞内病毒的复制 ^［ 34 ］。与HIV不同，HBC对寨卡病毒（Zika virus，ZIKV）和HCMV则具有容许性：ZIKV与HCMV与抗体形成复合物后，均通过抗体Fc段与HBC表面Fcγ受体结合进入并感染HBC，抑制HBC的抗病毒反应并在HBC内复制扩增 ^［ 35 ］。对于新型冠状病毒（SARS-CoV-2），一项对22份感染SARS-CoV-2的胎盘的回顾性研究显示，仅在4份（18.2%）胎盘组织中发现HBC病毒抗原或RNA阳性，由于阳性染色并不代表完整的病毒进入HBC，SARS-CoV-2能否在HBC中复制尚未确定 ^［ 36 ］。

目前，关于HBC与病原微生物相互作用的研究相对较少，一些疑问仍未得到彻底解释，如HBC与病毒-免疫复合物的相互作用如何影响抗微生物防御，为什么HBC对病毒感染有选择性，病毒最初如何到达HBC以及如何进一步扩散至胎儿循环，病原体感染后HBC的表型和功能如何变化等。以上问题的进一步研究，可能对开发预防先天性传播的干预措施、减少母胎界面感染的胎盘传播有关键价值。

四、HBC与妊娠相关疾病

多种妊娠相关性疾病，包括PE^{［ 17 ， 37 ］}、CA和GDM等 ^［ 38 ］，均可见HBC的数量、形态、基因表达和表型等特征的改变，但具体机制尚不明确。

1. PE：PE是妊娠期常见的并发症，其发病机制至今尚未阐明，目前普遍认为与子宫螺旋动脉重塑不足以及母胎免疫耐受失衡相关 ^［ 39 ］。子宫螺旋动脉重塑异常导致胎盘缺血、缺氧，从而形成氧化应激水平升高、炎症因子增多和抑炎因子降低的胎盘微环境，这种微环境可能影响HBC的表型 ^［ 40 ］。PE孕妇胎盘组织中CD₁₄、CD₁₆₃、CD ₂₀₆、CD ₂₀₉和CD ₇₄阳性的HBC数量明显减少 ^{［ 17 ， 37 ］} ，且HBC表达的肿瘤坏死因子α（TNF-α）及CC趋化因子配体（CCL）5、CCL2等促炎因子显著上调 ^［ 17 ］，抗炎因子IL-10下调 ^［ 37 ］。体外实验表明，HBC中CD ₇₄的下调使HBC对滋养细胞的黏附力减弱、炎症因子的水平升高 ^［ 17 ］。以上研究结果提示，HBC表型和功能的改变可能在PE的病理生理机制中起关键作用 ^［ 37 ］。另一方面，HBC来源的骨形态发生蛋白2（BMP2）信号通路的激活可促进滋养细胞侵袭和血管生成拟态，代偿PE滋养细胞浅浸润，缓解模型鼠PE样症状^［ 41 ］。

2. CA：CA是由于大肠埃希菌、B组链球菌等细菌侵袭胎膜和羊膜引起的急性感染，最常见于孕妇阴道炎导致的上行感染。目前，对CA孕妇HBC数量和功能的变化缺乏共识。有研究认为，CA孕妇HBC中促炎因子IL-1β的表达上调，抗炎因子IL-10表达下调，且体外条件下HBC不能成熟为具有调节炎症和细胞杀伤活动功能的多核巨细胞 ^{［ 42 , 43 ］} 。此外，有学者通过体外实验证明，CA孕妇胎盘中HBC会释放能够杀死细菌的巨噬细胞胞外陷阱从而抑制细菌的入侵 ^［ 44 ］。由于HBC在CA孕妇胎盘中的分布是不均匀的，HBC的总数量可能没有变化或减少，但是CD ₆₈⁺细胞数量的局灶性增加可能与CA有关 ^［ 45 ］。还有研究表明，CA孕妇HBC的M2型巨噬细胞标志物CD ₂₀₉、CD ₁₆₃和CD ₂₀₆等的表达水平无显著变化，提示，HBC的M2型极化可能不受CA的影响 ^［ 19 ］。

3. GDM：妊娠期间，母体为确保胎儿的能量和营养供应会建立生理性胰岛素抵抗以形成跨胎盘的葡萄糖梯度，母亲对该胰岛素抵抗的不适应可导致GDM的发生 ^［ 46 ］。有研究表明，GDM孕妇的HBC存在抗炎与促炎表型不平衡，且在体外高葡萄糖条件下，大鼠中分离得到的HBC从抗炎M2型向促炎M1型转化，即CD ₁₁b阳性细胞与CD ₁₁c阳性细胞的比例上升 ^［ 47 ］。而另一项研究却表明，HBC在GDM低度炎症情况下仍然保持抗炎M2表型，CD ₂₀₆和CD₂₀₉表达水平上调 ^［ 48 ］。此外，Schliefsteiner等 ^［ 49 ］发现，胎盘中脂蛋白相关磷脂酶A2（LpPLA2）主要由HBC表达，从GDM孕妇胎盘分离出的HBC受胰岛素、瘦素和促炎细胞因子的作用使得LpPLA2的活性升高，提示了HBC对胎盘内皮细胞和胎儿发挥抗氧化的保护功能。GDM中HBC表型和功能改变的相关研究很少且缺乏共识，仍需进一步研究。

五、总结与展望

HBC作为胎盘中唯一的胎儿来源免疫细胞群，在胎盘发育和妊娠调节中至关重要。HBC的胎儿来源虽已证实，但HBC的具体发生过程仍未彻底阐明。目前很少有研究对妊娠前3个月和足月胎盘的HBC进行比较，因此，妊娠进程和胎盘微环境的变化如何影响HBC的特性可能是未来有价值的研究方向。而且，HBC与胎盘中滋养细胞、内皮细胞和成纤维细胞的相互作用也有待进一步探索。现有研究对HBC在妊娠相关疾病中的作用仍是初步认识且缺乏共识，需要更深入探索其在妊娠相关疾病发生中的具体作用。HBC较高的可塑性和适应性增加了研究的复杂性，但这也使HBC可能成为治疗妊娠相关疾病潜在的靶点。同时，由于缺乏合适的动物模型，建立高纯度、高产量的人类胎盘HBC分离培养方法，开发含有HBC的胎盘类器官等体外实验模型，将有助于更好地探索HBC的特性。相信随着更多HBC奥秘的发现，人们会更全面地认识HBC并对其进行合理调节，这可为妊娠相关疾病的诊断和治疗提供新思路。

利益冲突 所有作者声明无利益冲突

【参考文献】

[1]Thomas JR , Appios A , Zhao X ,et al. Phenotypic and functional characterization of first-trimester human placental macrophages, Hofbauer cells[J]. J Exp Med, 2021,218(1):e20200891.

[2]Thomas JR , Appios A , Calderbank EF ,et al. Primitive haematopoiesis in the human placenta gives rise to macrophages with epigenetically silenced HLA-DR[J]. Nat Commun, 2023,14(1):1764.

[3]Kim JS , Romero R , Kim MR ,et al. Involvement of Hofbauer cells and maternal T cells in villitis of unknown aetiology[J]. Histopathology, 2008,52(4):457-464.

[4]Kim MJ , Romero R , Kim CJ ,et al. Villitis of unknown etiology is associated with a distinct pattern of chemokine up-regulation in the feto-maternal and placental compartments: implications for conjoint maternal allograft rejection and maternal anti-fetal graft-versus-host disease[J]. J Immunol, 2009,182(6):3919-3927.

[5]Reyes L , Golos TG . Hofbauer cells: their role in healthy and complicated pregnancy[J]. Front Immunol, 2018,9:2628.

[6]Freyer L , Lallemand Y , Dardenne P ,et al. Erythro-myeloid progenitor origin of Hofbauer cells in the early mouse placenta[J]. Development, 2022,149(8):dev200104.

[7]Anteby EY , Natanson-Yaron S , Greenfield C ,et al. Human placental Hofbauer cells express sprouty proteins: a possible modulating mechanism of villous branching[J]. Placenta, 2005,26(6):476-483.

[8]Frängsmyr L , Baranov V , Nagaeva O ,et al. Cytoplasmic microvesicular form of Fas ligand in human early placenta: switching the tissue immune privilege hypothesis from cellular to vesicular level[J]. Mol Hum Reprod, 2005,11(1):35-41.

[9]Van Handel B , Prashad SL , Hassanzadeh-Kiabi N ,et al. The first trimester human placenta is a site for terminal maturation of primitive erythroid cells[J]. Blood. 2010,116(17):3321-3330.

[10]Reyes L , Wolfe B , Golos T . Hofbauer cells: placental macrophages of fetal origin[J]. Results Probl Cell Differ, 2017,62:45-60.

[11]Thomas JR , Naidu P , Appios A ,et al. The ontogeny and function of placental macrophages[J]. Front Immunol, 2021,12:771054.

[12]Olmos-Ortiz A , Flores-Espinosa P , Mancilla-Herrera I ,et al. Innate immune cells and toll-like receptor-dependent responses at the maternal-fetal interface[J]. Int J Mol Sci, 2019,20(15):3654.

[13]Zulu MZ , Martinez FO , Gordon S ,et al. The elusive role of placental macrophages: the Hofbauer cell[J]. J Innate Immun,2019,11(6):447-456.

[14]Swieboda D , Johnson EL , Beaver J ,et al. Baby′s first macrophage: temporal regulation of Hofbauer cell phenotype influences ligand-mediated innate immune responses across gestation[J]. J Immunol, 2020,204(9):2380-2391.

[15]Jaiswal MK , Mallers TM , Larsen B ,et al. V-ATPase upregulation during early pregnancy: a possible link to establishment of an inflammatory response during preimplantation period of pregnancy[J]. Reproduction, 2012,143(5):713-725.

[16]Parker EL , Silverstein RB , Verma S ,et al. Viral-immune cell interactions at the maternal-fetal interface in human pregnancy[J]. Front Immunol, 2020,11:522047.

[17]Przybyl L , Haase N , Golic M ,et al. CD74-downregulation of placental macrophage-trophoblastic interactions in preeclampsia[J]. Circ Res, 2016,119(1):55-68.

[18]Johnson EL , Boggavarapu S , Johnson ES ,et al. Human cytomegalovirus enhances placental susceptibility and replication of human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1), which may facilitate in utero HIV-1 transmission[J]. J Infect Dis,2018,218(9):1464-1473.

[19]Joerink M , Rindsjö E , van Riel B ,et al. Placental macrophage (Hofbauer cell) polarization is independent of maternal allergen-sensitization and presence of chorioamnionitis[J]. Placenta, 2011,32(5):380-385.

[20]Seval Y , Korgun ET , Demir R . Hofbauer cells in early human placenta: possible implications in vasculogenesis and angiogenesis[J]. Placenta, 2007,28(8-9):841-845.

[21]Loegl J , Hiden U , Nussbaumer E ,et al. Hofbauer cells of M2a, M2b and M2c polarization may regulate feto-placental angiogenesis[J]. Reproduction, 2016,152(5):447-455.

[22]Seval Y , Sati L , Celik-Ozenci C ,et al. The distribution of angiopoietin-1, angiopoietin-2 and their receptors tie-1 and tie-2 in the very early human placenta[J]. Placenta, 2008,29(9):809-815.

[23]Pongcharoen S , Somran J , Sritippayawan S ,et al. Interleukin-17 expression in the human placenta[J]. Placenta,2007,28(1):59-63.

[24]Covarrubias A , Aguilera-Olguín M , Carrasco-Wong I ,et al. Feto-placental unit: from development to function[J]. Adv Exp Med Biol, 2023,1428:1-29.

[25]Ingman K , Cookson VJ , Jones CJ ,et al. Characterisation of Hofbauer cells in first and second trimester placenta: incidence, phenotype, survival in vitro and motility[J]. Placenta, 2010,31(6):535-544.

[26]Pavlov OV , Selutin AV , Pavlova OM ,et al. Two patterns of cytokine production by placental macrophages[J]. Placenta,2020,91:1-10.

[27]Shahi M , Mamber Czeresnia R , Cheek EH ,et al. Expression of immune checkpoint receptors in placentae with infectious and non-infectious chronic villitis[J]. Front Immunol, 2021,12:705219.

[28]Macholdová K , Macháčková E , Prošková V ,et al. Latest findings on the placenta from the point of view of immunology, tolerance and mesenchymal stem cells[J]. Ceska Gynekol, 2019,84(2):154-160.

[29]Johnson EL , Chakraborty R . Placental Hofbauer cells limit HIV-1 replication and potentially offset mother to child transmission (MTCT) by induction of immunoregulatory cytokines[J]. Retrovirology, 2012,9:101.

[30]Martinez J , Santiago MR , Martelli-Palomino G ,et al. Expression of HLA-E molecules in the placental tissue of women infected with HIV-1 and uninfected women[J]. Placenta, 2017,49:33-36.

[31]Azari S , Johnson LJ , Webb A ,et al. Hofbauer cells spread listeria monocytogenes among placental cells and undergo pro-inflammatory reprogramming while retaining production of tolerogenic factors[J]. mBio, 2021,12(4):e0184921.

[32]Kumazaki K , Nakayama M , Yanagihara I ,et al. Immunohistochemical distribution of Toll-like receptor 4 in term and preterm human placentas from normal and complicated pregnancy including chorioamnionitis[J]. Hum Pathol, 2004,35(1):47-54.

[33]Semmes EC , Coyne CB . Innate immune defenses at the maternal-fetal interface[J]. Curr Opin Immunol, 2022,74:60-67.

[34]True H , Blanton M , Sureshchandra S ,et al. Monocytes and macrophages in pregnancy: the good, the bad, and the ugly[J]. Immunol Rev, 2022,308(1):77-92.

[35]Zimmerman MG , Quicke KM , O′Neal JT ,et al. Cross-reactive Dengue virus antibodies augment Zika virus infection of human placental macrophages[J]. Cell Host Microbe, 2018,24(5):731-742.e6.

[36]Schwartz DA , Baldewijns M , Benachi A ,et al. Hofbauer Cells and COVID-19 in pregnancy[J]. Arch Pathol Lab Med,2021,145(11):1328-1340.

[37]Yang SW , Cho EH , Choi SY ,et al. DC-SIGN expression in Hofbauer cells may play an important role in immune tolerance in fetal chorionic villi during the development of preeclampsia[J]. J Reprod Immunol, 2017,124:30-37.

[38]Tauber Z , Foltynkova T , Cizkova K . Morphometric analysis of Hofbauer cells in normal placenta and chorioamnionitis in humans[J]. Anat Histol Embryol, 2021,50(2):396-403.

[39]李可,朱大伟,陈建昆,等. 子痫前期发病机制与临床治疗研究进展[J]. 解放军医学杂志, 2019,44(5):423-429.

[40]Rana S , Lemoine E , Granger JP ,et al. Preeclampsia: pathophysiology, challenges, and perspectives[J]. Circ Res,2019,124(7):1094-1112.

[41]Deng J , Zhao HJ , Zhong Y ,et al. H3K27me3-modulated Hofbauer cell BMP2 signalling enhancement compensates for shallow trophoblast invasion in preeclampsia[J]. EBioMedicine, 2023,93:104664.

[42]Tauber Z , Cizkova K . The anti-inflammatory role of placental Hofbauer cells is altered in patients with chorioamnionitis: are CYP2C8 and soluble epoxide hydrolase involved in immunomodulation?[J]. Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub, 2022,166(3):267-273.

[43]Ben Amara A , Gorvel L , Baulan K ,et al. Placental macrophages are impaired in chorioamnionitis, an infectious pathology of the placenta[J]. J Immunol, 2013,191(11):5501-5514.

[44]Doster RS , Sutton JA , Rogers LM ,et al. Streptococcus agalactiae induces placental macrophages to release extracellular traps loaded with tissue remodeling enzymes via an oxidative burst-dependent mechanism[J]. mBio, 2018,9(6):e02084-02018.

[45]Toti P , Arcuri F , Tang Z ,et al. Focal increases of fetal macrophages in placentas from pregnancies with histological chorioamnionitis: potential role of fibroblast monocyte chemotactic protein-1[J]. Am J Reprod Immunol, 2011,65(5):470-479.

[46]Araújo JR , Keating E , Martel F . Impact of gestational diabetes mellitus in the maternal-to-fetal transport of nutrients[J]. Curr Diab Rep, 2015,15(2):569.

[47]Sisino G , Bouckenooghe T , Aurientis S ,et al. Diabetes during pregnancy influences Hofbauer cells, a subtype of placental macrophages, to acquire a pro-inflammatory phenotype[J]. Biochim Biophys Acta, 2013,1832(12):1959-1968.

[48]Schliefsteiner C , Peinhaupt M , Kopp S ,et al. Human placental Hofbauer cells maintain an anti-inflammatory M2 phenotype despite the presence of gestational diabetes mellitus[J]. Front Immunol, 2017,8:888.

[49]Schliefsteiner C , Hirschmugl B , Kopp S ,et al. Maternal gestational diabetes mellitus increases placental and foetal lipoprotein-associated phospholipase A2 which might exert protective functions against oxidative stress[J]. Sci Rep,2017,7(1):12628.

来源：中华妇产科杂志 2024年2月第59卷第2期